Биоразнообразие эндофитных грибов в корневой системе Krascheninnikovia ceratoides

DOI: 10.34736/FNC.2026.132.1.002.13-20

Аннотация. В данной работе была проведена оценка видового разнообразия микоризы в корневой системе Терескена серого (Krascheninnikovia ceratoides Gueldenst.) в начале вегетационного периода 2025 г., произрастающего на засушливых территориях Астраханской обл. на территории «урочища Кордон» (47°24’49.2″N 47°53’01.2″E). Качество выделенной ДНК оценивалось по отношениям поглощения на длинах волн А260/280 и А260/230 на спектрофотометре SPECTROstar Nano (BMG Labtech, Германия), а концентрация измерялась на флуориметре Qubit® 4 (Thermo Fisher Scientific, США). ПЦР с праи мерами, разработанными для ITS-региона грибов ITS1-F_KYO2 и ITS4_KYO2, проводилась в амплификаторе Gentier 96E (Tianlong, Китаи ) с использованием набора реагентов 5X qPCRmix-HS. Подготовка библиотеки для секвенирования проводилась по протоколу Ligation sequencing gDNA – Native Barcoding Kit 24 V14 (SQK-NBD114.24), размещенному на саи те Nanopore Community (версия NBE_9169_v114_revU_30Jan2025). Секвенирование было проведено на нанопоровом секвенаторе 3-го поколения MinION (Oxford Nanopore Technologies, Великобритания). Определение родовой принадлежности прочтении было выполнено программой minimap2 с настрои ками ax splice при помощи выравнивания по базе данных NT (NCBI). В результате анализа метагенома грибов было выявлено 129871 последовательностей ITS, которые были отнесены к отделам: Ascomycota – 128906, Basidiomycota – 895, Mucoromycota – 35 а также Simplicillium – 13. Помимо сапротрофных и патогенных грибов были идентифицированы представители рода Mucoromycota, которые представлены двумя видами арбускулярной эндомикоризы Rhizophagus irregularis (Błaszk., Wubet, Renker & Buscot) C. Walker & A. Schu ßler и Entrophospora drummondii (Błaszk. & Renker) Błaszk., Niezgoda, B. T. Goto & Magurno, а также двумя немикоризными эндофитами Linnemannia elongata (Linnem.) Vandepol & Bonito и Mortierella alpina Peyronel. Полученные данные метагеномного анализа депонированы в международную базу NCBI под идентификатором BioProject: PRJNA1368747.

Ключевые слова: Krascheninnikovia ceratoides, эндомикориза, арбускулярная эндомикориза, Астраханская обл.

Финансирование. Исследования проведены в рамках гранта Российского научного фонда «24-26-00174 Видовое разнообразие арбускулярной эндомикоризы и ее влияние на засухоустойчивость ксерофитных растений аридных территорий юга России».

Цитирование: Крылов П. А., Малов В. О., Кузьмин П. А. Биоразнообразие эндофитных грибов в корневой системе Krascheninnikovia ceratoides // Научно-агрономический журнал. 2026; 1(132):13-20. DOI: https://doi.org/10.34736/FNC.2026.132.1.002.13-20.

Литература

Булахтина Г. К. Изучение адаптивного потенциала кормовых кустарниковых растений для использования в восстановлении деградированных полупустынных пастбищных экосистем. Аграрный вестник Урала. 2022;1(216): 2-11. doi: 10.32417/1997-4868-2022-216-01-2-11.

Крылов П. А., Малов В. О., Кузьмин П. А. Оценка наличия эндофтной микоризы у Krascheninnikovia ceratoides (L.) Gueldenst. в засушливых условиях. Научно–агрономический журнал. 2024;4(127): 17-21. doi: 10.34736/FNC.2024.127.4.002.17-21.

Alguacil M. D. M., Torres M. P., Montesinos-Navarro A., Roldán A. Soil characteristics driving arbuscular mycorrhizal fungal communities in semiarid mediterranean soils. Applied and environmental microbiology. 2016;82(11): 3348-3356. doi: 10.1128/AEM.03982-15.

Amna T., Puri S. C., Verma V., Sharma J. P., Khajuria R. K., Musarrat J., Spiteller M., Qazi G. N. Bioreactor studies on the endophytic fungus Entrophospora infrequens for the production of an anticancer alkaloid camptothecin. Canadian journal of microbiology. 2006;52(3): 189-196. doi: 10.1139/w05-122.

Arenal F., Platas G., Pela´ez F. A new endophytic species of Preussia (Sporormiaceae) inferred from morphological observations and molecular phylogenetic analysis. Fungal Divers. 2007;25:1-17.

Baldeweg, F., Warncke, P., Fischer, D., Gressler, M. Fungal Biosurfactants from Mortierella alpina. Organic letters. 2019;21(5): 1444-1448. doi: 10.1021/acs.orglett.9b00193.

Błaszkowski J., Sánchez-García M., Niezgoda P., Zubek S., Fernández F., Vila A., Al-Yahya’ei M. N., Symanczik S., Milczarski P., Malinowski R., Cabello M., Goto B. T., Casieri L., Malicka M., Bierza W., Magurno F. A new order, Entrophosporales, and three new Entrophospora species in Glomeromycota. Frontiers in microbiology. 2022;13: 962856. doi: 10.3389/fmicb.2022.962856.

Bunn R., Lekberg Y., Zabinski C. Arbuscular mycorrhizal fungi ameliorate temperature stress in thermophilic plants. Ecology. 2009;90(5): 1378-1388. doi: 10.1890/07-2080.1.

Busby R. R., Stromberger M. E., Rodriguez G., Gebhart D. L., Paschke, M. W. Arbuscular mycorrhizal fungal community differs between a coexisting native shrub and introduced annual grass. Mycorrhiza. 2013;23(2):129-141. doi: 10.1007/s00572-012-0455-x.

Chang L., Chen H., Tang X., Zhao J., Zhang H., Chen Y. Q., Chen W. Advances in improving the biotechnological application of oleaginous fungus Mortierella alpina. Appl Microbiol Biotechnol. 2021;105(16-17): 6275-6289. doi: 10.1007/s00253-021-11480-y.

Deng S., Pan L., Ke T., Liang J., Zhang R., Chen H., Tang M., Hu W. Rhizophagus Irregularis regulates flavonoids metabolism in paper mulberry roots under cadmium stress. Mycorrhiza. 2024;34(4): 317-339. doi: 10.1007/s00572-024-01155-7.

Hausmann N. T., Hawkes C. V. Order of plant host establishment alters the composition of arbuscular mycorrhizal communities. Ecology. 2010;91(8): 2333-2343. doi: https://doi.org/10.1890/09-0924.1.

Huang S., Gill S., Ramzan M. Ahmad M. Z., Danish S., Huang P., Obaid S. A., Alharbi S. A. Uncovering the impact of AM fungi on wheat nutrient uptake, ion homeostasis, oxidative stress, and antioxidant defense under salinity stress. Scientific reports. 2023;13(1): 8249. doi: 10.1038/s41598-023-35148-x.

Kokkoris V., Banchini C., Paré L., Abdellatif L., Séguin S., Hubbard K., Findlay W., Dalpé Y., Dettman J., Corradi N., Stefani F. Rhizophagus irregularis, the model fungus in arbuscular mycorrhiza research, forms dimorphic spores. New Phytol. 2024;242(4): 1771-1784. doi: 10.1111/nph.19121.

Kolaříková Z., Kohout P., Krüger C., Janoušková M., Mrnka L., Rydlová J. Root-associated fungal communities along a primary succession on a mine spoil: distinct ecological guilds assemble differently. Soil Biol. Biochem. 2017;113: 143-152. doi: 10.1016/j.soilbio.2017.06.004.

Kryukov A. A., Yurkov A. P., Gorbunova A. O., Kudriashova T. R., Gorenkova A. I., Kosulnikov Y. V., Laktionov Y. V. Evaluation of the biodiversity of arbuscular mycorrhizal fungi during regenerative succession in quarries. Vavilovskii zhurnal genetiki i selektsii. 2025;29(1): 72-78. doi: 10.18699/vjgb-25-09.

Liu Y., Zheng C., Su X., Chen J., Li X., Sun C., Nizamani M. M. Comparative analysis and characterization of the chloroplast genome of Krascheninnikovia ceratoides (Amarathaceae): a xerophytic semi-shrub exhibiting drought resistance and high-quality traits. BMC genomic data. 2024;25(1): 10. doi: 10.1186/s12863-024-01197-y.

Ma L. J., Geiser D. M., Proctor R. H., Rooney A. P., O’Donnell K., Trail F., Gardiner D. M., Manners J. M., Kazan K. Fusarium pathogenomics. Annu Rev Microbiol. 2013;67: 399-416. doi: 10.1146/annurev-micro-092412-155650.

Mancheary John P. U., Kandula S. K., Cheekatla S. S., Metta V. S. M. K., Peddi K. Qualitative and untargeted volatilome fingerprinting of Aspergillus sp. and Bulbithecium sp. by HS-SPME-GCMS and functional interactions. Journal of basic microbiology. 2024;64(11): e2400210. doi: 10.1002/jobm.202400210.

Mapperson R. R., Kotiw M., Davis R. A., Dearnaley J. D. The diversity and antimicrobial activity of Preussia sp. endophytes isolated from Australian dry rainforests. Current microbiology. 2014;68(1): 30-37. doi: 10.1007/s00284-013-0415-5.

Marin-Felix Y., Miller A. N., Cano-Lira J. F., Guarro J., García D., Stadler M., Huhndorf S. M., Stchigel A. M. Re-Evaluation of the order sordariales: delimitation of Lasiosphaeriaceae s. str., and introduction of the new families Diplogelasinosporaceae, Naviculisporaceae, and Schizotheciaceae. Microorganisms. 2020;8(9): 1430. doi: 10.3390/microorganisms8091430.

Motaharpoor Z., Taheri H., Nadian H. Rhizophagus irregularis modulates cadmium uptake, metal transporter, and chelator gene expression in Medicago sativa. Mycorrhiza. 2019;29(4): 389-395. doi: 10.1007/s00572-019-00900-7.

Nazir A., Hafeez S., Habeeb A. R. Bioactive potentials of endophyte (Fusarium redolens) isolated from Olea europaea. Archives of microbiology. 2022;204(4):219. doi: 10.1007/s00203-022-02826-9.

Porras-Alfaro A., Bayman P. Hidden fungi, emergent properties: endophytes and microbiomes. Annual review of phytopathology, 2011;49: 291-315. doi: 10.1146/annurev-phyto-080508-081831.

Puri S. C., Amna T., Khajuria A., Gupta A., Arora R., Spiteller M., Qazi G. N. Immunomodulatory activity of an extract of the novel fungal endophyte Entrophospora infrequens isolated from Nothapodytes foetida (Wight) Sleumer. Acta microbiologica et immunologica Hungarica, 2007;54(3): 237-260. doi: 10.1556/AMicr.54.2007.3.2.

Rassbach J., Merseburger P., Wurlitzer J. M., Binnemann N., Voigt K., Rohlfs M., Gressler, M. Insecticidal Cyclodepsitetrapeptides from Mortierella alpina. Journal of natural products, 2023;86(7): 1715-1722. doi: 10.1021/acs.jnatprod.3c00146.

Rodriguez R., Redman R. More than 400 million years of evolution and some plants still can’t make it on their own: plant stress tolerance via fungal symbiosis. Journal of experimental botany, 2008;59(5): 1109-1114. doi: 10.1093/jxb/erm342.

Salem I. B., Correia K. C., Boughalleb N., Michereff S. J., León M., Abad-Campos P., García-Jiménez J., Armengol J. Monosporascus eutypoides, a cause of root rot and vine decline in Tunisia, and evidence that M. cannonballus and M. eutypoides are distinct species. Plant Dis. 2013;97(6): 737-743. doi: 10.1094/PDIS-05-12-0464-RE.

Silva G. A. D., Sieverding E., Assis D. M. A., Goto B. T., Corazon-Guivin M. A., Oehl F. Revision of Entrophosporales, with three genera and an identification key for all species currently attributed to this order. J Fungi (Basel). 2025;11(2): 97. doi: 10.3390/jof11020097.

Toju H., Tanabe A. S., Yamamoto S., Sato H. High-coverage ITS primers for the DNA – based identification of ascomycetes and basidiomycetes in environmental samples. PloS one. 2012;7(7): e40863. doi: 10.1371/journal.pone.0040863.

Vandepol N., Liber J., Yocca A., Matlock J., Edger P., Bonito G. Linnemannia elongata (Mortierellaceae) stimulates Arabidopsis thaliana aerial growth and responses to auxin, ethylene, and reactive oxygen species. PloS one. 2022;17(4): e0261908. doi: 10.1371/journal.pone.0261908

Wanasinghe D. N., Nimalrathna T. S., Qin Xian L., Faraj T. K., Xu J., Mortimer P. E. Taxonomic novelties and global biogeography of Montagnula (Ascomycota, Didymosphaeriaceae). MycoKeys. 2024;101: 191-232. doi: 10.3897/mycokeys.101.113259.

Wang H., Wang H., Wei S., Sun L., Cheng L. Interaction between arbuscular mycorrhizal fungi and dark septate endophytes in the root systems of Populus euphratica and Haloxylon ammodendron under different drought conditions in Xinjiang, China. Front Plant Sci. 2025;15: 1504650. doi: 10.3389/fpls.2024.1504650.

Wang N., Fan X., Zhang S., Liu B., He M., Chen X., Tang C., Kang Z., Wang X. Identification of a Hyperparasitic Simplicillium obclavatum strain affecting the infection dynamics of Puccinia striiformis f. sp. tritici on wheat. Frontiers in microbiology. 2020;11: 1277. doi: 10.3389/fmicb.2020.01277.

Wang Y., Wang L., Suo M., Qiu Z., Wu H., Zhao M., Yang H. Regulating root fungal community using Mortierella alpina for Fusarium oxysporum resistance in panax ginseng. Front Microbiol. 2022;13: 850917. doi: 10.3389/fmicb.2022.850917.

Wang Z., Zhang S., Liang J., Chen H., Jiang Z., Hu W., Tang M. Rhizophagus irregularis regulates RiCPSI and RiCARI expression to influence plant drought tolerance. Plant Physiol. 2024;197(1): kiae645. doi: 10.1093/plphys/kiae645.

Xia Q., Rufty T., Shi W. Predominant microbial colonizers in the root endosphere and rhizosphere of turfgrass systems: Pseudomonas veronii, Janthinobacterium lividum, and Pseudogymnoascus spp. Frontiers in microbiology. 2021;12: 643904. doi: 10.3389/fmicb.2021.643904

Данная работа распространяется на условиях лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International (CC BY 4.0)